Parasitologia   Leishmania   Trichomonas Vaginalis  

 

 

Estudo dos parasitas / doenças parasitárias , métodos de diagnóstico e controle de doenças parasitárias.

 

A amostra mais utilizada para a pesquisa de parasitas são as fezes, todavia os parasitas podem estar presentes dentro e sobre todas as partes do corpo, ex. Plasmodium, Trichomonas.

 

Parasitas são organismos que vivem em ou sobre um hospedeiro e sobrevive às suas custas. Os parasitas dividem-se em:

 

1.  PARASITAS COMENSAIS: não causam efeitos perigosos óbvios ao hospedeiro. Ex. Piolho.

2.  PARASITAS PATOGÊNICOS : Podem causar doença severa e morte do hospedeiro se não houver tratamento. Ex. Malária, Taenia.

3. PARASITAS OPORTUNISTAS: Não causam doença em hospedeiros sadios, mas podem causar doenças severas em pacientes imunodeprimidos.

Os hospedeiros se classificam em:

 

· DEFINITIVO: hospedeiro definitivo é o organismo no qual a vida sexual madura ou a forma adulta do parasita é encontrada.

· INTERMEDIÁRIO: É um organismo que é exigido para completar o ciclo de vida do parasita.

 

Os parasitas que infectam o homem se dividem em 3 grupos:

Protozoários, Helmintos e Artrópodes.

 

¨ PROTOZOÁRIOS : protos (primeiro) zoon (animal) - São animais simples destituídos de tecidos e órgãos, mas apesar disso, exercem todas as funções necessárias às atividades vitais. São constituídos de protoplasma e organóides. São chamados de organismos unicelulares. Os protozoários dividem-se conforme o modo de locomoção:

 

a) Amebas: Classe Rhizopoda, movimentam-se pela emissão de pseudópodes (falsos pés). Ex. Entamoebas, Endolimax, Iodamoebas, Dientamoeba fragilis...

b) Flagelados: Classe Mastigophora. Movimentam-se através de flagelos. Dentre os 3 tipos que se encontram no homem (Giardia intestinalis, Chilomastix mesnilii e Trichomonas hominis) somente a Giardia é considerada patogênica.

c) Ciliados: O único ciliado que parasita o homem é o Balantidium coli (é um parasita comum do intestino dos suínos).

Os protozoários patogênicos são:

Entamoeba histolytica, Dientamoeba fragilis, Giardia intestinalis, Trichomonas vaginalis, Balantidium coli, Isospora belli e Sarcocystis sp.

 

Os protozoários não patogênicos são:

 

Entamoeba coli, Entamoeba hartmani, Endolimax nana, Iodamoeba butschlii, Trichomonas hominis e Chilomastix mesnilii.

¨ HELMINTOS : é o nome comum dos vermes. Os Helmintos se dividem em duas classes:

 

I. Filiformes cilíndricos (Nematelmintos) - animais livres de solos úmidos, aquáticos de água doce ou salgada. Corpo mole, alongado e segmentado.

II. Achatados (Platelmintos) - Animais alongados, vermiformes e achatados dorso-ventralmente, células diferenciadas em tecidos e órgãos.

 

I . NEMATELMINTOS : Dentre os Nematelmintos estão: Enterobius vermicularis, Trichiuris trichiura, Fascíola hepática, Áscaris lumbricóides e Ancilostomídeos;

 

 

II. PLATELMINTOS : Os Platelmintos dividem-se ainda em :

a) Trematódeos : Schistosoma mansoni

b) Cestódeos : Taenis solium, Taenia saginata, Hymenolepis nana, Hymenolepis diminuta.

 

 

MÉTODOS PARA DETECÇÃO DE PARASITAS NAS FEZES

 

 

a) Hoffmann - baseado na sedimentação espontânea das fezes após duas horas. É um método específico para pesquisa de Schistosoma mansoni, porém por mostrar-se altamente eficiente também nas pesquisas de protozoários, este método é amplamente utilizado para a pesquisa dos demais parasitas.

b) Baermann & Moraes - Método baseado no Hidrotermotropismo das larvas de Strogilóides stercoralis.

c) Direto :O método direto é específico para a pesquisa de trofozoítos nas fezes (forma adulta dos protozoários).

d) Kato e Stoll - Métodos para contagem de ovos de Helmintos.

e) Willis (flutuação em salina saturada)

f)  MIF sedimentação

g) Teste da fita adesiva (pesquisa de Oxiúrus)

 

FLUTUAÇÃO SIMPLES - WILLIS ( flutuação em salina saturada)

 

Essa técnica se baseia na propriedade que alguns ovos de helmintos apresentam de flutuarem na superfície de uma solução de densidade elevada e de aderirem ao vidro. Este procedimento é específico para a pesquisa de ovos de Ancilostomídeos.

1. A solução saturada de cloreto de sódio é feita adicionando aproximadamente 40g de NaCl a 100mL de água sob aquecimento até o ponto em que o sal não se dissolva mais na água. A densidade desta solução deve ser de aproximadamente 1,20g/mL.

2. Colocar uma quantidade de fezes (aproximadamente 2 g) coletadas de várias partes do bolo fecal em uma pequena cuba contendo uma parte de solução saturada de cloreto de sódio, dissolver as fezes nesta solução e acrescentar água até a borda.

3. Colocar sob a borda da cuba uma lâmina de vidro quase tocando a solução saturada e deixar de 30 a 45 minutos . Após este tempo, inverter a lâmina rapidamente e observar ao microscópio.

 

 

COLETA PARA PESQUISA DE ENTEROBIUS VERMICULARIS

(TÉCNICA DA FITA ADESIVA OU SWAB PERIANAL NOTURNO)

 

Material necessário

 

1. Fita de celofane adesiva e transparente (tipo Durex)

2. Toluol (tolueno), Xilol (xileno) ou Iodo-xilol

3. Lâmina para microscopia.

 

Técnica

 

1. Colocar um pedaço de fita adesiva transparente em uma espátula de madeira tipo abaixador de língua com a parte adesiva voltada para fora

2. Pressionar firmemente a espátula contendo a fita adesiva contra as pregas anais e perianais

3. Colar a fita adesiva em lâmina devidamente identificada

4. No momento da execução do exame, levantar cuidadosamente a fita da lâmina e pingar uma gota de toluol ou xileno e pressionar novamente a fita contra a lâmina. A preparação ficará clara ou levemente corada, tornando os ovos bem visíveis.

 

Caso o material não seja examinado imediatamente, não acrescentar o toluol.

 

MIF SEDIMENTAÇÃO ESPONTÂNEA

 

1. Misturar o material fecal fixado pelo MIF.

2. Filtrar a suspensão através de gaze dobrada em 4 e colocar o filtrado em tubo cônico de sedimentação com capacidade de 125mL.

3. Adicionar água corrente, se necessário, até completar ¾ do volume do copo cônico . Deixar a suspensão em repouso durante 1 a 2 horas.

4. Decantar com cuidado 2/3 do sobrenadante sem perder o sedimento. Ressuspender o sedimento com água corrente e deixar em repouso por mais uma hora.

5. Esse procedimento de lavagem pode ser repetido até que o sobrenadante fique relativamente claro.

6. Colher o sedimento e depositá-lo em uma lâmina, fazendo a observação em microscópio.

 

 

 

MÉTODO DE HOFFMANN ( Sedimentação espontânea)

 

Método baseado na sedimentação espontânea, específico para a pesquisa de ovos de Schistosoma mansoni, porém é altamente eficiente e amplamente utilizado para a pesquisa de todos os parasitas.

 

MATERIAL NECESSÁRIO

 

1. Cálice de decantação

2. Peneira

3. Gaze dobrada em 4

4. Água corrente ou destilada

5. Espátula de madeira (tipo abaixador de língua)

6. Lâmina e lamínula

 

Tomar cerca de 4 g de fezes recém emitidas, dissolvê-las no próprio recipiente de coleta (frasco padrão para coleta de amostra) utilizando um pouco de água. Transferir o material dissolvido para um cálice de decantação fazendo filtrar em peneira contendo gaze em 4. Completar até ¾ do volume de água e deixar repousar em superfície firme e livre de vibrações por no mínimo 2 horas.

Retirar o sedimento com um canudo ou pipeta Pasteur e transferir para lâmina de vidro adicionando 2 gotas de solução de Lugol e cobrindo com lamínula. Observar ao microscópio em objetiva de 10x.

 

MÉTODO DE BAERMANN

 

O método de Baermann baseia-se no Hidrotermotropismo positivo das larvas de Strongyloides stercoralis.

 

MATERIAL NECESSÁRIO

 

1. Estante para Baermann

2. Tubos de Hemólise

3. Peneira e gaze

4. Lâminas e lamínulas

5. Tubo de látex e pinça de Mohr

6. Funil

7. Água aquecida a 45ºC

 

 

Colocar a água aquecida no funil com o tubo de látex vedado pela pinça de Mohr, quantidade suficiente para tocar a extremidade inferior da peneira contendo as fezes.

Depositar pequena quantidade de fezes sobre a peneira contendo gaze e deixar em repouso por 45 a 60 minutos.

Após este tempo, soltar a pinça de Mohr e deixar que o material escorra para um tubo de hemólise. Centrifugar o material em baixa rotação e observar o sedimento em objetiva de 10x. Este método é específico para a pesquisa de larvas de S. stercoralis.

 

 

MÉTODO DIRETO

 

Específico para a pesquisa de Trofozoítos em fezes frescas.

 

MATERIAL

 

1. Fezes recém emitidas

2. Lâmina e lamínula de vidro

3. Espátula de madeira

4. Solução de NaCl a 0,85%

 

Aplicar diretamente na lâmina de vidro pequena quantidade de fezes frescas fazendo misturar com algumas gotas de solução salina fisiológica, homogeneizando suavemente. Cobrir com lamínula e observar imediatamente ao microscópio.

 

 

COPROTESTE - A técnica coproparasitológica de concentração em formol acetato de etila foi empregada para a quantificação de ovos de helmintos. O método quantitativo proposto foi padronizado utilizando-se o sistema comercial Coprotest® e amostras fecais contendo diferentes cargas de ovos de Ascaris lumbricoides. Para a comparação do Coprotest® quantitativo com outros métodos de quantificação de ovos, foi preparada em laboratório uma série de amostras fecais, com carga decrescente de ovos de A. lumbricoides, Trichuris trichiura e Schistosoma mansoni. Discutem-se as vantagens de se empregar um método capaz de detectar maior número de espécies de helmintos, além de protozoários, e que permita, concomitantemente, estimar a intensidade das infecções por geo-helmintos e S. mansoni nas populações. O Coprotest® quantitativo mostrou ser de aplicação viável, fornecendo resultados comparáveis a outros métodos quantitativos já descritos na literatura.